负载姜黄素及四氢姜黄素的复合自组装纳米载体的构建及活性研究
发布时间:2021-04-16 09:35
天然产物具有良好的药理活性和保健功能,近年来被广泛开发以应用于食药领域。但天然产物水不溶性、稳定性低和生物利用度差等缺点限制了其在实际生产中的应用。本课题致力于开发合适的天然自组装纳米载体来负载天然小分子药物,提高药物在水溶液中的分散性和稳定性。进一步的,通过逐层组装技术对载药体系进行表面修饰,构造复合自组装纳米载体,实现对药物释放的控制,并提高细胞内药物累积,改善药物稳定性并提升治疗效果,期望为天然产物的应用和纳米载药体系的探索做出一定贡献。1、通过自组装作用制备负载四氢姜黄素(THC)的酪蛋白酸钠包合物(THC@NaCas),以改善THC的生物活性。THC@NaCas的包埋率约为98.02%,SEM和TEM显示纳米颗粒的粒径在250-350 nm之间,呈现球形或不规则球形结构。通过Zeta电位、XRD、FTIR和FS对形成的机制进行了表征。在相同浓度下,THC@NaCas纳米颗粒比游离的THC具有更好的酪氨酸酶抑制活性和胞内抗氧化活性。总之,NaCas作为THC的临床应用的递送系统具有巨大的潜力。2、通过逐层组装技术建立新型的蛋白和无机物复合的纳米递送系统。以NaCas作为核增加溶...
【文章来源】:北京化工大学北京市 211工程院校 教育部直属院校
【文章页数】:102 页
【学位级别】:硕士
【部分图文】:
图2-1?THC标准曲线??Fig.?2-1?Standard?curve?of?THC??
??在Em为200-500?nm的范围内具有较强的内源荧光。随着药物加入浓度不断升??高,NaCas的荧光规律性猝灭从而使强度明显减弱。表明THC与NaCas分子结??构中的酪氨酸和色氨酸等发色基团结合,从而使NaCas的构象改变,产生淬灭??现象[10_。??2.3.5酪氨酸酶抑制活性??4〇?r???????-?-THC??—THC@N?C?5?_??0???*??0?5?10?15?20??THC?concentration?(^g/mL)??图2-7游离THC和THC@NaCas制酪氨酸酶的活性??Fig.?2-7?Tyrosinase?inhibitory?activities?of?free?THC?and?THC@NaCas??酪氨酸酶酶与黑色素的生成有关,THC是一种已知的酪氨酸酶抑制剂??在体外测试了?THC和THC@NaCas对黑色素生成的抑制作用。如图2-7所示,??游离THC和THC@NaCas的抑制作用均随THC浓度的增加而增强,但是与游离??THC相比,THC@NaCas的抑制作用更为明显。特别当THC的浓度为10?pg/mL??时,与游离THC相比,包封的THC的抑制作用强约20倍。结果表明,NaCas??的封装显着提高THC的酪氨酸酶抑制活性,这可能归因于包合物的形成使THC??纳米颗粒在水溶液中的良好分散性和稳定性,而游离THC由于水不溶性而导致??其利用度较低。??2.3.6?THC@NaCas的细胞摄取??用CLSM观察细胞对包封的THC是否具有良好的吸收。将DMSO、游离??THC和THC@NaCas?(均具有相同浓度的THC)分别与A375细胞孵
?第二章THC@NaCas纳米乳液的制备及其生物活性研究???内化到A375细胞中,其中THC@NaCas处理的细胞具有较强的荧光强度,表明??NaCas的包封能够增加疏水化合物的细胞摄取,与先前NaCas能够增强玉米醇溶??蛋白纳米粒的细胞摄取报道一致I1%。??a?b?c??■■IB??图2-8?DMSO?(a),游离THC?(b)和THC@NaCas?(c)处理的A375的细胞摄取??Fig.?2-8?Uptake?of?DMSO?(a),?free?THC?(b)?and?THC@NaCas?into?A375?cells??2.3.7?THC@NaCas的细胞毒性??A?ho,??R?140-.???lEllH??0,2345?6?0?1?2?3?4?5?6??THC?concentration?(ng/mL>?THC?concentration?Uig/mL)??图2-9游离THC和THC@NaCas基于3T3细胞(A)??和A375细胞(B)的抗增殖活性??Fig.?2-9?Anti-proliferation?activity?free?THC?and?THC@NaCas??against?3T3?cells?(A)?and?A549?cells?(B)??为了确定游离THC和THC@NaCas对正常细胞或癌细胞的存活力的影响,??21??
本文编号:3141183
【文章来源】:北京化工大学北京市 211工程院校 教育部直属院校
【文章页数】:102 页
【学位级别】:硕士
【部分图文】:
图2-1?THC标准曲线??Fig.?2-1?Standard?curve?of?THC??
??在Em为200-500?nm的范围内具有较强的内源荧光。随着药物加入浓度不断升??高,NaCas的荧光规律性猝灭从而使强度明显减弱。表明THC与NaCas分子结??构中的酪氨酸和色氨酸等发色基团结合,从而使NaCas的构象改变,产生淬灭??现象[10_。??2.3.5酪氨酸酶抑制活性??4〇?r???????-?-THC??—THC@N?C?5?_??0???*??0?5?10?15?20??THC?concentration?(^g/mL)??图2-7游离THC和THC@NaCas制酪氨酸酶的活性??Fig.?2-7?Tyrosinase?inhibitory?activities?of?free?THC?and?THC@NaCas??酪氨酸酶酶与黑色素的生成有关,THC是一种已知的酪氨酸酶抑制剂??在体外测试了?THC和THC@NaCas对黑色素生成的抑制作用。如图2-7所示,??游离THC和THC@NaCas的抑制作用均随THC浓度的增加而增强,但是与游离??THC相比,THC@NaCas的抑制作用更为明显。特别当THC的浓度为10?pg/mL??时,与游离THC相比,包封的THC的抑制作用强约20倍。结果表明,NaCas??的封装显着提高THC的酪氨酸酶抑制活性,这可能归因于包合物的形成使THC??纳米颗粒在水溶液中的良好分散性和稳定性,而游离THC由于水不溶性而导致??其利用度较低。??2.3.6?THC@NaCas的细胞摄取??用CLSM观察细胞对包封的THC是否具有良好的吸收。将DMSO、游离??THC和THC@NaCas?(均具有相同浓度的THC)分别与A375细胞孵
?第二章THC@NaCas纳米乳液的制备及其生物活性研究???内化到A375细胞中,其中THC@NaCas处理的细胞具有较强的荧光强度,表明??NaCas的包封能够增加疏水化合物的细胞摄取,与先前NaCas能够增强玉米醇溶??蛋白纳米粒的细胞摄取报道一致I1%。??a?b?c??■■IB??图2-8?DMSO?(a),游离THC?(b)和THC@NaCas?(c)处理的A375的细胞摄取??Fig.?2-8?Uptake?of?DMSO?(a),?free?THC?(b)?and?THC@NaCas?into?A375?cells??2.3.7?THC@NaCas的细胞毒性??A?ho,??R?140-.???lEllH??0,2345?6?0?1?2?3?4?5?6??THC?concentration?(ng/mL>?THC?concentration?Uig/mL)??图2-9游离THC和THC@NaCas基于3T3细胞(A)??和A375细胞(B)的抗增殖活性??Fig.?2-9?Anti-proliferation?activity?free?THC?and?THC@NaCas??against?3T3?cells?(A)?and?A549?cells?(B)??为了确定游离THC和THC@NaCas对正常细胞或癌细胞的存活力的影响,??21??
本文编号:3141183
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