MSCs阻断炎性相关结肠癌小鼠中炎癌转化的研究

发布时间：2017-08-04 15:29

  本文关键词：MSCs阻断炎性相关结肠癌小鼠中炎癌转化的研究

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【摘要】：炎症与肿瘤之间的关系早在Virchow发现慢性炎症具有向肿瘤发展的倾向时就得到了重视,即炎症具有促肿瘤发生的潜能。结直肠癌是一种常见的肿瘤,主要包括遗传性结肠癌、基因突变性结肠癌和肠炎性结肠癌。越来越多的研究发现,肠粘膜的慢性炎症是诱发结直肠癌的高危因素,同时炎症程度越高,转化为结直肠癌的几率越大。间充质干细胞(Mesenchymal stem cells, MSCs)是源于中胚层且分布于多种组织基质中的一类细胞,它们具有成纤维细胞样形态,能够自我更新及分化。近年来的研究发现,MSCs能够迁移至由炎症诱发的损伤组织处,并通过调节免疫细胞发挥炎症的调节作用。可是,目前对MSCs在肿瘤发生发展过程中所扮演的角色一直存在争议。鉴于MSCs在炎症及肿瘤中都发挥着重要的作用,我们猜想MSCs可能在炎性相关肿瘤的炎癌转化过程中发挥不同的功能。故本研究首先建立了伴随结肠炎的结肠癌模型,并探究了脐带来源的MSCs在慢性炎症向肿瘤转化过程中的作用。1、发现MSCs能够降低AOM/DSS诱导的伴随结肠炎的结肠癌的发生为了探究MSCs对结肠癌发病的影响,我们用AOM/DS S诱导了伴随结肠炎的结肠癌模型(CAC)。结果发现模型诱导70天之后,MSCs干预使得结肠部位肿瘤结节的数量和结肠的损伤都得到了缓解。同时,免疫组化发现MSCs干预之后Ki-67和PCNA的阳性率也有所降低。这些结果都反映了MSCs干预缓解了结肠癌的发生发展。2、发现MSCs迁移至结肠部位并缓解DSS诱导的慢性肠炎,可能发挥阻断炎癌转化的作用我们接着检测了MSCs尾静脉注射于小鼠体内后的迁移状况,结果显示MSCs具有向结肠迁移的能力,这为MSCs干预结肠癌的发生发展提供了基础。为了探究MSCs是否通过缓解结肠部位炎症来阻断肿瘤的发生,我们处死了慢性炎症诱导阶段的小鼠。结果发现模型诱导33天之后,MSCs显著缓解了肠炎的炎性程度,包括小鼠体重和结肠长度的增加,以及前炎因子IL-1β、IL-6和TNF-α的表达抑制。这表明MSCs具有缓解炎症,阻断炎症向癌症转化的能力。3、发现在炎症阶段MSC大量诱导的Treg细胞参与了炎癌转化的阻断为了探究MSCs阻断炎癌转化的具体机制,我们首先探究了MSCs在炎症阶段对免疫细胞的影响。研究发现,MSCs干预之后肠系膜淋巴及结肠组织中Treg细胞明显增加,这表明MSCs通过诱导Treg细胞在缓解炎症的过程中发挥了极大的作用。为了进一步探究MSCs诱导Treg细胞的机制,我们在体外将MSCs与CD4+T细胞共培养。共培养3天之后,与含有TGF-β中和抗体的对照组相比,CD4+Foxp3+T细胞明显增加。同时,我们还用MSCs的培养上清刺激Jurkat细胞,结果发现TGF-p下游的Smad2分子磷酸化增加。这些结果表明MSCs能够通过分泌TGF-β活化Smad2通路,诱导Treg细胞的增加。综上所述,我们的研究发现MSCs能够在模型诱导的炎症阶段缓解肠炎,并最终阻止后期肿瘤的发生。在此过程中MSCs诱导的Treg细胞发挥了炎症调节功能,其中TGF-β-Smad2通路在此过程中参与了MSCs对Treg细胞分化的诱导作用。我们的研究为进一步临床利用MSCs缓解慢性肠炎并阻断炎癌转化提供了重要理论基础。
【关键词】：MSCs 伴随结肠炎的结肠癌 Treg细胞 Smad2
【学位授予单位】：南京大学
【学位级别】：硕士
【学位授予年份】：2015
【分类号】：R735.35
【目录】：

• 摘要4-6
• Abstract6-11
• 缩略词表11-17
• 第一章 MSCs对炎性相关结直肠癌模型小鼠肿瘤发生的影响17-23
• 1.1 引言17
• 1.2 实验材料17-18
• 1.2.1 实验对象17
• 1.2.2 主要试剂17-18
• 1.2.3 主要仪器设备18
• 1.3 实验方法18-19
• 1.3.1 实验动物分组18
• 1.3.2 小鼠结肠癌模型的诱导和治疗18-19
• 1.3.3 小鼠肿瘤发生的宏观统计19
• 1.3.4 免疫组化检测小鼠结肠肿瘤增殖19
• 1.3.5 数据分析19
• 1.4 实验结果与分析19-22
• 1.4.1 MSCs干预可以显著缓解AOM/DSS诱导的结肠癌小鼠肿瘤的宏观症状19-21
• 1.4.2 MSCs干预抑制了AOM/DSS诱导的结肠组织中Ki-67和PCNA的表达21-22
• 1.5 讨论22-23
• 第二章 MSCs在肠炎小鼠体内的迁移及其对炎症的作用分析23-34
• 2.1 引言23
• 2.2 实验材料23-24
• 2.2.1 实验对象23
• 2.2.2 主要试剂23-24
• 2.2.3 主要仪器设备24
• 2.3 实验方法24-28
• 2.3.1 实验动物分组24
• 2.3.2 小鼠结肠癌模型的诱导和治疗24-25
• 2.3.3 CM-DiI法检测MSC在小鼠体内的迁移25
• 2.3.4 小鼠肠炎病症的宏观评判25
• 2.3.5 HE染色观察小鼠结肠组织的损伤状况25-26
• 2.3.6 小鼠结肠部位相关炎症因子的表达水平检测26-27
• 2.3.7 数据分析27-28
• 2.4 实验结果与分析28-31
• 2.4.1 MSCs可以在小鼠体内迁移至炎症发生的结肠部位28-29
• 2.4.2 MSCs可显著改善AOM/DSS诱导的结肠癌小鼠前期炎症的相关症状29-31
• 2.4.3 MSCs抑制AOM/DSS诱导的小鼠结肠部位炎症因子IL-1β、IL-6和TNF-α的产生31
• 2.5 讨论31-34
• 第三章 MSCs通过诱导Treg细胞分化阻断炎癌转化的机制34-45
• 3.1 引言34
• 3.2 实验材料34-35
• 3.2.1 实验对象34
• 3.2.2 主要试剂34-35
• 3.2.3 主要仪器设备35
• 3.3 试验方法35-38
• 3.3.1 实验动物分组及小鼠结肠癌模型的诱导和治疗35
• 3.3.2 流式细胞术检测小鼠肠系膜淋巴细胞35-36
• 3.3.3 免疫组化检测小鼠结肠中Treg细胞的浸润36-37
• 3.3.4 Naive T细胞的分离与培养37
• 3.3.5 MSCs与T细胞的共培养与检测37
• 3.3.6 Western Blot检测MSCs诱导Treg分化的分子机制37-38
• 3.3.7 数据分析38
• 3.4 实验结果与分析38-43
• 3.4.1 MSCs对小鼠免疫细胞的调节作用38-40
• 3.4.2 MSCs体外诱导Naive T细胞向Treg细胞分化40-41
• 3.4.3 MSCs诱导Treg分化的机制探讨41-43
• 3.5 讨论43-45
• 总结45-46
• 参考文献46-52
• 硕士期间的科研成果52-53
• 基金支持53-54
• 致谢54-55

【共引文献】

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本文编号：620312