三种双酚类化学品对摇蚊的内分泌干扰效应影响研究

发布时间：2017-08-10 06:02

  本文关键词：三种双酚类化学品对摇蚊的内分泌干扰效应影响研究

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【摘要】：本文在规范伸展摇蚊(Chironomus tentans)繁育环境条件的基础上,确定了双酚B(Bisphenol B,BPB)、双酚AP(Bisphenol AP, BPAP)和双酚P(Bisphenol P, BPP)对摇蚊的急性毒性、全生命周期毒性和内分泌干扰毒性,研究了不同毒性暴露方式对摇蚊全生命周期毒性的影响,初步探索了BPP对多代摇蚊的抗氧化酶活性的影响。研究结果和主要结论如下：1)不同温度、光照强度会对伸展摇蚊的发育速率、死亡率和性别比造成影响。在本文设置的四种温度和两种光照强度下,25℃,8001ux条件下,摇蚊成虫的性别比(雄/雌)为1.07,且死亡率最低,同时这一条件下的种群增长指数最高,为113.95。基于以上的实验结果,温度25℃、光照强度8001ux,是适宜伸展摇蚊实验室生长、发育和繁殖的温度和光照强度。2)三种酚类化学品BPB、BPAP和BPP对摇蚊幼虫的急性毒性均较高,该急性毒性数据为开展全生命周期毒性研究奠定基础。BPB和BPAP对一龄期伸展摇蚊的48h EC50分别为4.762和0.727 mg/L, BPP对一龄期伸展摇蚊的24 hEC50为0.585 mg/L,三种双酚类化学品对摇蚊幼虫的毒性大小为：BPPBPAP BPB。3)通过水体加标法研究了BPB和BPAP对伸展摇蚊的全生命周期的毒性影响。BPB对伸展摇蚊亲代P发育速率的NOEC为50.13μg/L,对子代F1的发育速率的LOEC为19.09 μg/L。 BPB对摇蚊子代的发育速率的LOEC值低于亲代发育速率的NOEC值,这意味着BPB对摇蚊子代造成了更严重的影响,相似的结果在BPAP中也有发现。同时BPB对P代性别比也造成显著影响,其NOEC为208.33μg/L。在BPB最高浓度组535.93μg/L并未观察到伸展摇蚊P代和F1代羽化率和繁殖力的显著影响；在BPAP最高浓度组111.21μg/L并未观察到对伸展摇蚊P代和F1代羽化率、性别比和繁殖力的显著影响。实验结果表明,BPB和BPAP或在一定程度上干扰了摇蚊的内分泌变化,可能是BPB和BPAP具有的雌激素活性造成摇蚊体内某一激素水平的变化导致其发育速率发生变化。4)通过沉积物加标法研究了BPAP和BPP对伸展摇蚊的全生命周期的毒性影响。BPAP和BPP对伸展摇蚊亲代的发育率均无显著影响,对子代F1发育率的NOEC分别为0.43和0.014μg/g;同时,BPAP和BPP对摇蚊亲代和子代的羽化率也造成了一定影响。BPAP最高浓度组(1.47μg/g)对亲代的发育率、亲代和子代的性别比和繁殖力均无显著影响；BPP最高浓度组(0.151μg/g)对亲代的发育率、亲代和子代的性别比和繁殖力均无显著影响。在三种双酚类化学品全生命周期实验中,化学品对摇蚊的发育速率均造成了显著影响,发育速率是评价双酚类化合物对伸展摇蚊内分泌干扰效应的一个较敏感的指标。5)对比了BPAP沉积物加标法和水体加标法对摇蚊全生命周期实验结果的影响。两种加标法都使BPAP对子代摇蚊的发育速率造成影响,且沉积物加标法的NOEC值低于水体加标法,这是因为BPAP或具有较强的土壤吸附性,而摇蚊幼虫生活在沉积物中。因此对于BPAP更适宜采用沉积物加标法进行摇蚊全生命周期实验。6)BPP对摇蚊的亲代和子代的抗氧化系统均会造成不同程度的影响。随着浓度升高,BPP抑制了亲代P、子代F2中CAT活性表达,也使F2代的SOD活性显著降低。
【关键词】：双酚类化学品 伸展摇蚊 内分泌干扰性
【学位授予单位】：南京信息工程大学
【学位级别】：硕士
【学位授予年份】：2016
【分类号】：X171.5
【目录】：

• 摘要6-8
• ABSTRACT8-11
• 1. 绪论11-26
• 1.1 双酚类化学品简介及研究现状11-13
• 1.2 环境内分泌干扰物的筛查方法13-16
• 1.2.1 环境内分泌干扰物筛查方法的国内外现状13-14
• 1.2.2 筛选潜在内分泌干扰物的水生模式生物14-16
• 1.3 摇蚊生态毒理学国内外研究现状16-23
• 1.3.1 摇蚊的形态特征和生活习性16-18
• 1.3.2 摇蚊的实验室繁育技术18-19
• 1.3.3 个体水平毒性测试的应用19-21
• 1.3.4 分子生物学领域的应用21-23
• 1.4 研究意义23-24
• 1.5 研究目的与内容24-26
• 1.5.1 研究目的24
• 1.5.2 研究内容24-26
• 2. 试验方法与材料26-35
• 2.1 受试物26
• 2.2 试验生物26-27
• 2.3 实验仪器与材料27-30
• 2.4 实验方法30-34
• 2.4.1 温度、光照强度对摇蚊繁育的影响30-31
• 2.4.2 急性毒性试验31
• 2.4.3 摇蚊全生命周期实验31-34
• 2.4.4 蛋白质含量测定34
• 2.4.5 SOD与CAT酶活力测定34
• 2.5 数据分析方法34-35
• 3. 结果与讨论35-70
• 3.1 环境条件对摇蚊繁育的影响35-42
• 3.1.1 温度、光照强度对摇蚊繁育的影响35-40
• 3.1.2 讨论40-42
• 3.1.3 小结42
• 3.2 三种双酚类化学品对摇蚊的急性毒性42-45
• 3.2.1 BPB对摇蚊的急性毒性43
• 3.2.2 BPAP对摇蚊的急性毒性43-44
• 3.2.3 BPP对摇蚊的急性毒性44-45
• 3.2.4 小结45
• 3.3 BPB和BPAP对摇蚊的全生命周期毒性-水体加标法45-56
• 3.3.1 BPB水体加标法对摇蚊的全生命周期实验结果46-50
• 3.3.2 BPAP水体加标法对摇蚊的全生命周期实验结果50-54
• 3.3.3 讨论54-55
• 3.3.4 小结55-56
• 3.4 BPAP和BPP对摇蚊的全生命周期毒性-沉积物加标法56-67
• 3.4.1 BPAP沉积物加标法对摇蚊的全生命周期毒性实验结果56-59
• 3.4.2 BPP沉积物加标法对摇蚊的全生命周期毒性实验结果59-63
• 3.4.3 不同暴露方式的毒性对比63-64
• 3.4.4 讨论64-66
• 3.4.5 小结66-67
• 3.5 BPP对摇蚊抗氧化酶活性影响的实验结果67-70
• 3.5.1 蛋白标准曲线67
• 3.5.2 BPP对摇蚊CAT活性的影响67-68
• 3.5.3 BPP对摇蚊SOD活性的影响68
• 3.5.4 讨论68-69
• 3.5.5 小结69-70
• 4. 结论与展望70-73
• 4.1 结论70-71
• 4.2 创新点71
• 4.3 展望71-73
• 参考文献73-78
• 致谢78-79
• 作者简介79-80
• 硕士学位期间成果情况80

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本文编号：649130