微流控模型在抗肿瘤血管新生研究中的应用

发布时间：2017-06-07 10:58

  本文关键词：微流控模型在抗肿瘤血管新生研究中的应用，，由笔耕文化传播整理发布。

【摘要】：目的:头颈部鳞状细胞癌(Head and neck squamous cell carcinoma,HNSCC)和唾液腺腺样囊性癌(Salivary gland adenoid cystic carcinoma,ACC)是头颈部常见恶性肿瘤。血管新生在HNSCC和ACC发生发展过程中起重要作用。本研究目的为以肿瘤诱导血管新生微流控模型为技术平台,考察抗血管新生药物对HNSCC和ACC诱导的血管新生的抑制作用。材料方法:我们采用紫外光刻技术制备SU8模版,在模板上灌注聚二甲基硅氧烷(Polydimethylsiloxane,PDMS)形成基片,用等离子清洗机将PDMS基片和载玻片不可逆封接。本实验采用的HNSCC和ACC细胞株分别为UM-SCC6和ACC-M;人脐静脉血管内皮细胞(Human umbilical vein endothelial cell,HUVEC)用于模拟血管内皮细胞;细胞外基质替代物选用基底膜样物质(Basement membrane extract,BME)。我们采用异硫氰酸荧光素标记的右旋糖酐(Fluorescein isothiocyanate-dextran,FITC-dextran,20 kD)验证与其分子量相似的血管内皮生长因子(VEGF)在血管新生通道的BME中形成的浓度梯度。血管内皮生长因子抗体(anti-VEGF),血管内皮生长因子受体2激酶抑制剂III(SU5416),PI3Kα/mTOR双抑制剂(PI-103)被用于抑制ACC-M和UM-SCC6诱导的血管新生。以HUVEC迁移面积、距离和方向为指标考察ACC-M和UM-SCC6诱导的血管新生。在裸鼠皮下移植瘤实验中,我们将UM-SCC6(1×107/ml)、ACC-M(1×106/ml)分别接种于裸鼠后腿腋窝皮下,并将UM-SCC6、ACC-M皮下移植裸鼠分别随机分为贝伐单抗组和对照组,每组5只。待肿瘤生长至最大径5mm时,贝伐单抗组裸鼠腹腔注射贝伐单抗5 mg/kg·b.w.(毫克每千克体重),对照组裸鼠腹腔注射等体积0.9%生理盐水。每周注射2次,连续用药4周后取下移植瘤,组织固定、包埋、切片,cd34抗体免疫组化染色,统计分析各组肿瘤平均微血管密度(microvesseldensity,mvd)。结果:在该芯片模型上,bme加入血管新生通道,人脐静脉血管内皮细胞huvec接种于内皮细胞培养通道,acc-m或um-scc6接种于肿瘤细胞培养池。我们以20kdfitc-dextran在血管新生通道中的扩散分布情况模拟肿瘤细胞分泌的生长因子在血管新生通道内形成的浓度梯度,结果表明荧光信号从肿瘤细胞培养池到huvec培养通道逐渐减弱,形成较为稳定的浓度梯度。acc-m和um-scc6接种于肿瘤细胞培养池后,可以诱导huvec向血管新生通道的bme内出芽生长,产生具有长丝足的端细胞,位于迁移前沿。um-scc6诱导组的huvec迁移面积和距离均明显大于acc-m诱导组,提示um-scc6在芯片模型上显示较强的诱导血管新生能力。裸鼠皮下移植瘤实验中,um-scc6移植瘤的mvd明显大于acc-m移植瘤的mvd,该结果与在微流控模型上um-scc6比acc-m表现更强的诱导血管新生能力一致。在芯片模型上我们采用anti-vegf、su5416、pi-103三种血管新生抑制剂对acc-m及um-scc6诱导的血管新生进行干预,结果显示anti-vegf、pi-103使acc-m诱导组huvec迁移面积和距离明显减小,su5416亦使huvec迁移面积明显减小,但迁移距离与对照组无统计学差异;anti-vegf、su5416、pi-103均能使um-scc6诱导组huvec迁移面积及距离明显减小,并且能明显减弱端细胞迁移的方向性。用贝伐单抗干预裸鼠皮下移植瘤血管形成的实验中,我们发现用药后acc-m移植瘤的mvd显著下降;贝伐单抗用药后um-scc6移植瘤的mvd也有所下降,但与对照组的差异不显著。结论:(1)um-scc6和acc-m在血管新生微流控模型和裸鼠模型中显示相似的诱导血管新生能力,提示该微流控模型可以部分取代动物模型。(2)微流控模型和裸鼠模型研究结果均表明um-scc6比acc-m诱导血管新生能力更强。(3)anti-vegf、su5416、pi-103能有效抑制um-scc6和acc-m诱导的血管新生。
【关键词】：微流控芯片 血管新生 抗血管新生治疗 唾液腺腺样囊性癌 头颈部鳞状细胞癌
【学位授予单位】：大连医科大学
【学位级别】：硕士
【学位授予年份】：2015
【分类号】：R73-3
【目录】：

• 摘要8-10
• 英文摘要10-13
• 前言13-17
• 材料和方法17-23
• 1. 仪器和试剂17-20
• 1.1 芯片制作仪器17
• 1.2 芯片制作试剂17
• 1.3 芯片表征实验试剂17
• 1.4 细胞培养仪器17-18
• 1.5 细胞培养试剂18
• 1.6 裸鼠移植瘤实验仪器18
• 1.7 裸鼠移植瘤实验试剂18-19
• 1.8 微流控芯片实验试剂19-20
• 2. 微流控芯片的制备20
• 2.1 SU8模板制作20
• 2.2 PDMS芯片成型和封接20
• 3. 芯片表征方法20-21
• 4. 常规细胞株的培养21
• 4.1 实验所用细胞21
• 4.2 培养方法21
• 5. 裸鼠皮下移植瘤实验21-22
• 5.1 移植瘤的接种与药物干预21
• 5.2 移植瘤组织切片制作及免疫组织化学染色21-22
• 5.3 图像采集与MVD计数22
• 6. 微流控芯片试验方法22-23
• 6.1 芯片BME进样22
• 6.2 芯片细胞进样22
• 6.3 芯片中抗血管新生药物的干预22-23
• 6.4 芯片细胞荧光染色23
• 6.5 图像采集和数据分析23
• 7. 统计学分析23
• 结果23-32
• 1. 肿瘤诱导血管新生微流控芯片的表征23-25
• 2. 血管新生微流控模型可行性验证25-28
• 3. 基于微流控模型的抗肿瘤血管新生28-31
• 4. 基于裸鼠皮下移植瘤模型的抗肿瘤血管新生31-32
• 讨论32-34
• 结论34-35
• 参考文献35-39
• 综述39-50
• 参考文献46-50
• 附录50-52
• 致谢52-53

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本文编号：428779