臭氧对VOC生物滤塔长期运行性能及微生物特性的影响

发布时间：2017-10-11 19:47

  本文关键词：臭氧对VOC生物滤塔长期运行性能及微生物特性的影响

  更多相关文章： 挥发性有机物 生物滤塔 长期性能 臭氧 微生物群落

【摘要】：生物滤塔是一种高效的挥发性有机物(VOC)处理技术。近年来的研究表明,持续通入臭氧可有效控制生物滤塔中的生物量,从而提升生物滤塔的短期运行性能。然而,对于臭氧能否提升滤塔长期运行性能及其对塔中微生物群落的影响,还有待进一步研究。本论文中,建立了两套平行的生物滤塔小式装置用于处理甲苯气体,在空塔停留时间为40 s,进口甲苯浓度为800-1300 mg/m3的条件下连续运行了45-160 d,在其中一个滤塔进口连续通入200 mg/m3臭氧,在整个运行过程中考察了两套滤塔去除性能以及微生物群落特性的变化。在整个运行期间,两套滤塔对甲苯的去除率在50-90%波动,并未表现出显著差异,这个结果证明了通入臭氧不会对生物滤塔长期运行性能造成不利影响。在运行末期,在空塔气速为16-32 m/h条件下,加入臭氧的生物过滤塔的压降为20-60 mmH_2O,而未加入臭氧的对照滤塔的压降为40-120 mmH_2O,这表明加入臭氧有利于降低压降,从而提高滤塔的长期运行稳定性。在运行期间,通入臭氧生物滤塔中的微生物湿重在275g左右波动,而对照滤塔的微生物湿重则一直升高至450 g。碳平衡分析结果表明,加入臭氧滤塔的CO_2产生量和渗出液碳输出量占比与对照塔相比显著升高,解释了臭氧控制生物量的原因。模型分析结果表明,臭氧可以和惰性菌体进行反应,促进惰性菌体转化为CO_2和溶解性代谢产物。基于共聚焦显微和细胞染色技术,在6周时间内考察了生物滤塔中生物膜特性的变化。结果表明,加入臭氧可显著降低生物膜厚度。此外,对照塔中活性细胞和类革兰氏阳性细胞的比例在运行期间呈下降趋势,而加入臭氧可以显著提升生物膜中活性细胞以及类革兰氏阳性细胞的比例。PMA-qPCR结果也表明,通入臭氧后滤塔中活性细胞比例显著增加。基于Miseq高通量测序技术分析了生物滤塔中微生物群落结构随时间变化。结果表明,过滤塔中的细菌主要属于变形菌门、放线菌门、拟杆菌门等。在通入臭氧的过滤塔中的优势菌为产黄杆菌属(Rhodanobacter),而对照过滤塔中的优势菌为假单胞属(Pseudomonas)。Biolog实验结果表明,加入臭氧并未改变长期运行后条件下过滤塔中微生物的代谢特性。以上结果对于理解臭氧对生物过滤塔长期运行性能的影响及机理提供了依据,同时也证明了投加臭氧是一项高效的生物量控制和过滤塔长效运行技术。
【关键词】：挥发性有机物 生物滤塔 长期性能 臭氧 微生物群落
【学位授予单位】：清华大学
【学位级别】：硕士
【学位授予年份】：2016
【分类号】：X701
【目录】：

• 摘要3-4
• ABSTRACT4-18
• CHAPTER 1 INTRODUCTION18-38
• 1.1 Research background18-25
• 1.1.1 Air pollution18
• 1.1.2 Volatile Organic Compounds (VOCs)18-20
• 1.1.3 Biofilter, an efficient biological system to control VOCs20-22
• 1.1.4 Bed clogging and ozone injection22-25
• 1.2 Literature review25-35
• 1.2.1 Effect of ozone on the long-term performance of biofilter25-28
• 1.2.2 Effect of ozone on the biomass content in biofilter28-29
• 1.2.3 Effect of ozone on the microbial community structure inside biofilter29-31
• 1.2.4 Effect of ozone on the microbial activity in biofilter31-32
• 1.2.5 Ozone-tolerant microorganisms32-35
• 1.3 Research opportunities35
• 1.4 Research objectives and contents35-36
• 1.5 Road map36-38
• CHAPTER 2 RESEARCH METHODOLOGY38-50
• 2.1 Experiment configuration38
• 2.2 Inoculation and operation conditions of biofilters38-40
• 2.3 Analysis of toluene removal performance40-41
• 2.3.1 Toluene removal efficiency40-41
• 2.3.2 The pressure drop41
• 2.4 Analysis of biomass and carbon balance41-43
• 2.4.1 Biofilter biomass detection41
• 2.4.2 CO_2 detection41-42
• 2.4.3 Detection of total carbon (TC) in leachate42
• 2.4.4 The carbon balance analysis42-43
• 2.5 Biofilm charavteristics43-45
• 2.5.1 Long-term exposure of biofilm in the biofilter to ozone43-45
• 2.5.2 Short term exposure of biofilm to ozone45
• 2.6 Analysis of microbial community structure and functions45-50
• 2.6.1 Total plate count46
• 2.6.2 DNA extraction and PMA treatment procedure46-47
• 2.6.3 The microbial viability detected by PMA-q PCR47-48
• 2.6.4 Microbial community structure by Miseq high throughput sequencing48-49
• 2.6.5 Metabolic characteristics by Biolog test49-50
• CHAPTER 3 EFFECT OF OZONE ON LONG-TERM PERFORMANCE OF BIOFILTERS50-58
• 3.1 The operating conditions of the biofilter50-52
• 3.1.1 Temperature and humidity50-51
• 3.1.2 pH51-52
• 3.2 Toluene inlet loading of biofilters52-53
• 3.3 Effect of ozone on long-term toluene removal efficiency53-55
• 3.4 Effect of ozone on pressure drop of long-term biofilter55-57
• 3.5 Chapter summary57-58
• CHAPTER 4 EFFECT OF OZONE ON BIOMASS ACCUMULATION AND CARBON BALANCE58-65
• 4.1 Effect of ozone on the biomass growth58-59
• 4.2 Effect of ozone on the CO_2 mineralization59-60
• 4.3 Effect of ozone on the total carbon in the leachate60-61
• 4.4 Effect of ozone on carbon balance in long-term biofilter61-64
• 4.5 Chapter summary64-65
• CHAPTER 5 MODELLING BIOMASS ACCUMULATION WITH AND WITHOUT OZONE INJECTION65-72
• 5.1 Model development65-66
• 5.2 Model solution and calculation66
• 5.3 Parameter estimation66-68
• 5.3.1 X_(at)_0 and X_(it)_066-67
• 5.3.2 β, Y, and b67
• 5.3.3 r67
• 5.3.4 0_ι67-68
• 5.3.5 k_(0_3,bio)68
• 5.4 Model verification68-71
• 5.5 Chapter summary71-72
• CHAPTER 6 EFFECT OF OZONE ON THE CHARACTERISTICS OF BIOFILM BY CLSM72-85
• 6.1 Long time exposure of biofilm in the biofilter to ozone72-82
• 6.1.1 Characteristics of biofilm grown on input glass slide72-75
• 6.1.2 Characteristics of biofilm grown on perlite packing media75-76
• 6.1.3 Transformation of cell viability and Gram category predominance76-77
• 6.1.4 Transformation of biofilm thickness77-78
• 6.1.5 Quantitative analysis of cell viability transformation78-79
• 6.1.6 Quantitative analysis of Gram-typed cell transformation79-82
• 6.2 Short time exposure of biofilm to ozone82-84
• 6.2.1 Effects of 200 mg/m~3 on toluene removal biofilm82-83
• 6.2.2 Effects of 400 and 800 mg/m~3 on toluene removal biofilm83-84
• 6.3 Chapter summary84-85
• CHAPTER 7 EFFECT OF OZONE ON MICROBIAL COMMUNITY STRUCTURE AND FUNCTIONS85-100
• 7.1 Effect of ozone on microbial cell viability85-89
• 7.1.1 The analysis by total plate count approach85-86
• 7.1.2 The analysis by quantitative polymerase chain reaction86-89
• 7.2 Effect of ozone on the microbial community structure89-95
• 7.3 Effect of ozone on metabolic characteristics95-98
• 7.4 Chapter summary98-100
• CHAPTER 8 CONCLUSIONS AND SUGGESTIONS100-103
• 8.1 Conclusions100-102
• 8.2 Suggestions102-103
• REFERENCES103-110
• ACKNOWLEDGEMENTS110-112
• RESUME112-113
• PUBLISHED PAPERS113

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