喹啉酸所致HD兔模型脑部NOS活性的变化及L-NNA对NOS阳性神经元的保护作用

发布时间：2017-03-20 07:07

  本文关键词：喹啉酸所致HD兔模型脑部NOS活性的变化及L-NNA对NOS阳性神经元的保护作用，，由笔耕文化传播整理发布。

【摘要】：亨廷顿舞蹈病(HD)是一种人类常染色体显性遗传病,致病患者有不自主舞蹈样动作和进行性认知障碍,最终导致痴呆甚至死亡,此病广泛分布于世界各地,以欧美白种人受累为多。一氧化氮(NO)是一种信使分子,介导了多种生理功能,它在一氧化氮合酶(NOS)的催化下,由L-精氨酸氧化产生:O2+L-Arg????NOSNO+胍氨酸。本试验选取3月龄健康哈白兔60只,体重(2 300±200)g,随机分为正常对照组、模型组、L-NNA治疗组和盐酸硫必利治疗组4组,每组15只。利用脑立体定位技术于右侧纹状体注射6μL喹啉酸,制作兔HD模型,然后用NOS抑制剂Nω-硝基-L-精氨酸(L-NNA)和盐酸硫必利对造模成功的HD兔进行比较治疗。运用行为学及免疫组织化学方法对HD模型进行检测。行为学测试结果显示,本试验制备的亨廷顿舞蹈病模型在术后24小时内出现右侧旋转、翻滚等急性兴奋性毒性行为;HE切片中可看到神经元缺失和胶质细胞增生,免疫组化检测结果显示对照组的额叶、纹状体中有丰富的形状为圆形或椭圆形的钙结合蛋白(calbindin)免疫阳性神经元,中等大小,胞体轮廓清晰,染色较深,免疫阳性反应主要集中在核周的胞浆;而模型组的额叶和纹状体中calbindin免疫阳性神经元数量与对照组相比数量明显减少,胞体轮廓变模糊。通过硝酸还原酶法和生化方法检测各组家兔的血清和脑组织中的NO含量、NOS活性,免疫组化方法观察各个脑组织中的NOS阳性神经元的表达,探讨NO与HD发病机理的关系和NOS抑制剂L-NNA对NO含量、NOS活性及NOS阳性神经元形态结构的影响。NOS活性检测结果显示:各组脑匀浆中总的一氧化氮合酶(TNOS)和诱导型一氧化氮合酶(iNOS)以模型中的含量最高,到35 d时基本恢复到正常水平;在纹状体中,前期L-NNA治疗组降低NOS活性的程度比盐酸硫必利治疗组的要好(P0.01)。NO含量检测结果显示:NO含量变化以模型组含量最高,各组兔额叶、海马和纹状体中的NO活性强弱基本与匀浆中的NOS含量变化相一致。通过SABC免疫组织化学染色方法,在显微镜下对各组家兔的额叶、海马和纹状体中的神经型一氧化氮合酶(nNOS)阳性神经元和iNOS阳性神经元的形态结构及分布进行观察。结果显示:模型组中的nNOS阳性神经元密度较正常对照显著减少,胞体截面积减小,阳性神经元轮廓不清,突起数减少;而iNOS阳性神经元密度比正常对照显著增加,胞质染色加深,轮廓清晰,第一级突起数和胞体截面积都显著增加。L-NNA组的iNOS阳性神经元的各项指标比硫必利组的低。结果表明,HD模型组通过定点注射喹啉酸导致纹状体发生急性神经毒性变性,使得纹状体中的部分神经元缺失死亡伴随着iNOS阳性神经元表达增强,NO含量增加,高浓度的NO发挥神经毒性作用,提示NO参与了HD模型的发病过程,加剧了脑组织的损伤程度。NOS抑制剂L-NNA通过抑制NOS的活性,降低了脑组织中的NO含量,对HD脑神经元起到保护作用。鉴于兔模型与HD病人脑组织病变的相似性,推测L-NNA和盐酸硫必利均可用于亨廷顿舞蹈病的治疗,但是用药的时间、剂量、配伍禁忌和疗程等还有待进一步研究。
【关键词】：兔 亨廷顿舞蹈病 喹啉酸 一氧化氮 一氧化氮合酶 Nω-硝基-L-精氨酸(L-NNA)
【学位授予单位】：山东农业大学
【学位级别】：硕士
【学位授予年份】：2015
【分类号】：R742.2;R-332
【目录】：

• 中文摘要9-11
• Abstract11-13
• 1 前言13-23
• 1.1 一氧化氮概述13-15
• 1.1.1 一氧化氮的生理作用机制14-15
• 1.1.2 一氧化氮病理作用机制15
• 1.2 一氧化氮合酶15-17
• 1.2.1 一氧化氮合酶的分布16-17
• 1.3 NO和NOS抑制剂17
• 1.4 亨廷顿病发病机制研究进展17-20
• 1.4.1 突变型亨廷顿蛋白的产生18
• 1.4.2 轴突传输改变和突触失衡18-19
• 1.4.3 Htt对脑源性神经营养因子转录的影响19
• 1.4.4 亨廷顿蛋白激活细胞凋亡机制19-20
• 1.4.5 线粒体功能障碍导致神经元凋亡20
• 1.5 亨廷顿病的治疗现状20-23
• 1.5.1 针对舞蹈样动作的治疗21
• 1.5.2 针对不同发病机制的治疗21-22
• 1.5.3 通过神经干细胞移植治疗22
• 1.5.4 通过抑制剂的治疗22-23
• 1.5.5 生长因子和其他方法23
• 1.6 本课题研究的目的和意义23
• 2 材料与方法23-30
• 2.1 试验材料23-25
• 2.1.1 试验动物23
• 2.1.2 主要试验仪器23-24
• 2.1.3 主要试剂24-25
• 2.1.3.1 试验仪器的准备24-25
• 2.1.4 主要试剂的配制25
• 2.1.5 试验场地及预试25
• 2.2 试验分组及方法25-30
• 2.2.1 HD模型的制作25-26
• 2.2.2 分组及给药方法26
• 2.2.3 行为学测试26
• 2.2.4 取材26-27
• 2.2.5 NO含量的测定27
• 2.2.6 NOS活性的测定27-28
• 2.2.7 石蜡切片的制作28-29
• 2.2.8 HE染色29
• 2.2.9 SABC免疫组化染色29
• 2.2.10 镜检和图像分析29-30
• 2.2.11 数据统计与分析30
• 3 结果与分析30-46
• 3.1 行为学测试结果30
• 3.2 calbindin 免疫组织化学染色和 HE 染色结果30-31
• 3.3 各组家兔血清中NO含量检测结果31-32
• 3.4 额叶、海马和纹状体中NO含量检测结果32-34
• 3.5 额叶、海马和纹状体中NOS活性检测结果34-38
• 3.5.1 TNOS活性的检测结果34-36
• 3.5.2 iNOS活性的检测结果36-38
• 3.6 兔脑额叶、海马和纹状体中nNOS阳性神经元的形态结构和分布38-42
• 3.6.1 额叶中nNOS阳性神经元的形态结构和分布38-39
• 3.6.2 海马CA1区nNOS阳性神经元的形态结构和分布39-41
• 3.6.3 纹状体中nNOS阳性神经元的形态结构和分布41-42
• 3.7 兔脑额叶、海马和纹状体中iNOS阳性神经元的形态结构和分布42-46
• 3.7.1 额叶中iNOS阳性神经元的形态结构和分布42-43
• 3.7.2 海马iNOS阳性神经元的形态结构和分布43-45
• 3.7.3 纹状体中iNOS阳性神经元的形态结构和分布45-46
• 4 讨论46-49
• 4.1 用兔作为实验动物制备HD模型的优点46-47
• 4.2 注射喹啉酸导致的HD模型致病机制47
• 4.3 各组兔脑组织中NOS活性和血清中NO含量的变化47-48
• 4.4 各组兔脑组织中的nNOS和iNOS阳性神经元的数量及形态变化48-49
• 4.5 NO对HD模型的损害机制和L-NNA对脑组织中NOS活性的影响49
• 5 结论49-51
• 6 参考文献51-59
• 7 附录59-65
• 8 致谢65

【参考文献】

中国期刊全文数据库 前1条

1 刘韶华;吴颢昕;姜亚军;周红;;大鼠脑出血早期脑组织神经元型一氧化氮合酶mRNA表达及中药抵当汤干预对其的影响[J];临床神经病学杂志;2005年06期

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本文编号：257355